Réplication de l'ADN: Notes sur la réplication, la réparation et la recombinaison de l'ADN

Remarques sur la réplication, la réparation et la recombinaison de l'ADN!

Réplication de l'ADN:

Réplication de l'ADN semi-conservative:

La réplication de l'ADN est une fonction autocatalytique de l'ADN. Il survient généralement pendant la phase S du cycle cellulaire lorsque les chromosomes sont très étendus. Comme proposé par Watson et Crick, la réplication de l'ADN est semi-conservatrice.

Dans la réplication semi-conservative, les deux brins se sépareraient, conserveraient leur intégrité et synthétiseraient chacun, à partir du pool de nucléotides, son brin complémentaire. Le résultat serait que la molécule nouvellement synthétisée porterait ou conserverait l'un des deux brins de la molécule mère et que l'autre brin serait nouvellement assemblé. Il existe suffisamment de preuves pour prouver que l’ADN double brin se réplique réellement par une méthode semi-conservative.

Expérience de Meselson et Stahl (1958):

Ces travailleurs ont cultivé Escherichia coli dans un milieu contenant ¹⁵ isotopes de N. Après que ceux-ci se soient répliqués pendant quelques générations dans ce milieu, les deux brins de cet ADN contenaient du ¹⁵ N en tant que constituants de purines et de pyrimidines. Lorsque ces bactéries avec ¹⁵ N ont été transférées dans un milieu de culture contenant ¹⁴ N, il a été constaté que l’ADN séparé de la nouvelle génération de bactéries possède un brin plus lourd que l’autre.

Le brin plus lourd représente le brin parental et le plus léger est le nouveau synthétisé à partir du milieu de culture, indiquant ainsi une méthode semi-conservative de réplication de l'ADN et excluant à la fois les modèles conservatifs et dispersifs de la synthèse et de la réplication de l'ADN.

La réplication conservatrice ne produirait aucune molécule d'ADN de constitution «hybride». Si la réplication avait été dispersive, l'ADN aurait été transféré de «lourd» à «léger» au cours de chaque génération.

Des études ultérieures ont confirmé la conclusion de Meselson et Stahl selon laquelle la réplication de l'ADN est semi-conservatrice et l'ont étendue à de nombreux autres organismes, y compris les plantes et les animaux supérieurs.

Expérience d'autoradiographie de Cairn:

Il a utilisé de la thymine radioactive ou de la thymidine tritiée. En cultivant E. coli dans un milieu de culture contenant de la thymidine tritiée, la radioactivité a été incorporée dans les molécules d'ADN filles.

En autoradiographie, la molécule d'ADN en double montre une fourche en réplication, le point où deux chaînes deviennent quatre. Après la première réplication, on constate que la radioactivité n’est incorporée que dans l’un des brins de l’ADN et que les deux brins sont marqués après la deuxième réplication. Ceci supporte les modes semi-conservatifs de réplication de l'ADN.

Les expériences de JH Taylor sur les apex radiculaires de Viciafaba (1957) confirment également la méthode semi-conservatrice de réplication de l’ADN.

je. Réplication d'ADN discontinue:

Okazaki a suggéré que la synthèse de l'ADN se déroule simultanément sur les deux brins d'ADN en utilisant la même enzyme, l'ADN polymérase, sous la forme de petits fragments isolés. Ces segments sont connus sous le nom de morceaux d’Okazaki et consistent en 1000-2000 nucléotides. Celles-ci sont réunies par l'enzyme polynucléotide ligase, complétant ainsi la formation de la chaîne polynucléotidique.

La synthèse discontinue de l'ADN est étayée par une expérience auto-radiographique.

ii. Réplication unidirectionnelle et bidirectionnelle de l'ADN:

D'après ses expériences, J. Cairns a conclu que la synthèse de l'ADN commence à un point fixe sur les chromosomes et se poursuit dans une direction, mais des expériences récentes suggèrent une réplication bidirectionnelle.

Levinthal et Cairns ont proposé que, lors de la réplication, les deux volets ne se séparent pas complètement avant la réplication. Au lieu de cela, ils commencent à décompresser à une extrémité et simultanément les segments décompressés commencent à attirer leurs paires de nucléotides. De cette manière, la décompression des brins d'ADN d'origine et la synthèse de nouveaux brins d'ADN vont de pair.

ADN polymérase:

L'ADN polymérase est l'enzyme principale de la réplication de l'ADN. Son activité a été démontrée pour la première fois par Kornberg en 1956. Elle catalyse l’addition covalente de désoxyribonucléotides au 3′-OH d’un nucléotide préexistant appelé amorce.

L'enzyme ADN polymérase-1 est maintenant considérée comme une enzyme de réparation de l'ADN plutôt que comme une enzyme de réplication. On sait que cette enzyme possède cinq sites actifs, à savoir un site matrice, un site d’amorce, un site de clivage 5 '-> 3' ou un site exonucléase, un site nucléoside triphosphate et un site de clivage 3 '-> 5' (ou 3 '-> 5'). ).

ADN polymérase I:

Il est principalement impliqué dans l'élimination des amorces d'ARN d'Okazaki ou de fragments de précurseurs et le comblement des lacunes résultant de sa capacité de polymérisation de 5 '-> 3'. L’ADN polymérase I peut également éliminer les dimères de thymine produits par l’irradiation UV et combler le vide dû à l’excision. C'est ce qu'on appelle la lecture d'épreuve ou la fonction d'édition de cette enzyme.

ADN polymérase-II:

Cette enzyme ressemble à l'ADN polymérase-I en ce qui concerne son activité, mais est une enzyme de réparation de l'ADN et provoque la croissance dans la direction 5 '-> 3' en utilisant des groupes 3'-OH libres.

ADN polymérase III:

Il joue un rôle essentiel dans la réplication de l'ADN. C'est une enzyme multimère ou une holoenzyme ayant dix sous-unités telles que α, β, ε, θ, г, y, δ, δ ', x et. Toutes ces dix sous-unités nécessitent une réplication de l'ADN in vitro; Cependant, tous ont des fonctions différentes. Par exemple, la sous-unité α a une activité de relecture ou d'édition de relecture d'exonucléase de 3 '-> 5'. L'enzyme noyau comprend trois sous-unités - α, β et θ. La septième unité restante augmente la processivité (celle-ci étant synonyme de rapidité et d’efficacité avec laquelle une ADN polymérase étend la chaîne de croissance).

ADN polymérase eucaryote:

Les eukai yotes (levure, foie de rat, cellules tumorales humaines, etc.) contiennent les cinq types suivants d’ADN polymérases:

(i) ADN polymérase α:

Cette enzyme de poids moléculaire relativement élevé est également appelée polymérase cytoplasmique ou grande polymérase. On le trouve à la fois dans le noyau et le cytoplasme.

(ii) ADN polymérase β:

Cette enzyme est également appelée polymérase nucléaire ou petite polymérase et ne se trouve que chez les vertébrés.

(iii) ADN polymérase y:

Cette enzyme s'appelle la polymérase mitochondriale et est codée dans le noyau.

(iv) ADN polymérase δ:

Cette enzyme se trouve dans les cellules de mammifère et dépend du PCNA pour le processus de synthèse de l’ADN (PCNA = antigène nucléaire de cellules en prolifération).

(v) ADN polymérase ε:

Il était auparavant connu sous le nom d'ADN polymérase 5II. Cette enzyme est indépendante de PCNA et se trouve dans les cellules HeLa de mammifère et la levure en herbe.

La grande ADN polymérase a est l'enzyme ADN polymérase prédominante qui est constituée de cellules eucaryotes et a longtemps été considérée comme la seule enzyme impliquée dans la réplication de l'ADN. Mais maintenant, une autre polymérase, à savoir l'ADN polymérase 8, est également impliquée dans la réplication de l'ADN eucaryote.

Amorces d'ADN:

Ces enzymes catalysent la synthèse des amorces d'ARN, indispensables à l'initiation de la réplication de l'ADN dans la grande majorité des organismes. Avant le début de la réplication de l'ADN, il faut synthétiser de courts segments d'oligonucléotides d'ARN, appelés amorces d'ARN ou simplement amorces, par une enzyme ADN primase utilisant des ribonucléosides triphosphates.

Cette amorce d'ARN est synthétisée en copiant une séquence de bases particulière d'un brin d'ADN et diffère d'une molécule d'ARN typique en ce que, après la synthèse, l'amorce reste liée à l'hydrogène à la matrice d'ADN.

Les amorces ont une longueur d'environ 10 nucléotides chez les eucaryotes et sont fabriquées à intervalles réguliers sur le brin retardateur où elles sont allongées par l'enzyme ADN polymérase pour commencer chaque fragment d'okazaki. Ces amorces d'ARN sont ensuite excisées et remplies d'ADN à l'aide du système de réparation de l'ADN chez les eucaryotes.

Chez les bactéries, on sait que deux enzymes différentes synthétisent des oligonucléotides d’ARN d’amorce, l’ARN polymérase (sur le brin principal) et l’ADN primase (sur le brin retardé).

Polynucléotide Ligase:

Cette enzyme est une enzyme importante à la fois dans la réplication de l'ADN et dans la réparation de l'ADN. L'ADN ligase catalyse la formation d'une liaison phosphodiester entre le groupe 5'-phosphoryle d'un nucléotide et le groupe 3-OH du voisin immédiat du côté de l'entaille dans un brin d'ADN; ainsi, il scelle les entailles dans un brin d'ADN.

Endonucléases:

Les endonucléases, en particulier les endonucléases de restriction, jouent également un rôle important lors de la réplication de l'ADN et de la réparation de l'ADN. Au cours de la réplication de l'ADN, un endoncléase peut produire un pseudo dans l'origine pour initier la réplication ou peut induire des pseudos pour générer un pivot permettant de faciliter le déroulement de l'ADN.

Enzymes impliquées dans l'ouverture de l'hélice de l'ADN:

Hélicases à ADN:

Les ADN hélicases sont des enzymes de déroulement dépendantes de l'ATP qui favorisent la séparation des deux brins parentaux et établissent des fourches de réplication qui s'éloigneront progressivement de l'origine. Le déroulement de l'hélice d'ADN matrice au niveau d'une fourche de réplication pourrait en principe être catalysé par deux ADN hélicases agissant de concert, l'une s'étendant le long du brin principal et l'autre le long du brin en retard.

Brin déstabilisant en hélice (également appelées protéines de liaison à l'ADN simple brin ou SSBP):

Derrière la fourche de réplication, les brins d'ADN simples ne peuvent pas se rembobiner les uns les autres (ou former des boucles en épingle à cheveux double brin dans chaque brin simple) par l'action des protéines SSB. Les protéines SSB se lient aux brins d’ADN exposés sans recouvrir les bases, qui restent donc disponibles pour le processus de gabarit.

Topoisomérases (ADN gyrases):

L'action d'une hélicase introduit une super bobine positive dans l'ADN duplex avant la fourche de réplication. Les enzymes, appelées topoisomérases, relâchent la supercoil en se fixant sur le duplex transitoire en supercoil, en coupant un des brins et en le faisant pivoter à travers le brin ininterrompu. Le pseudo est alors refermé.

Un type de topoisomérase (c'est-à-dire la topoisomérase I) provoque une rupture ou une entaille à brin unique qui permet aux deux sections d'hélice d'ADN de chaque côté de l'entaille de pivoter librement l'une par rapport à l'autre, en utilisant la liaison phosphodiester dans le brin opposé à l'entaille un point pivotant. Un deuxième type de topoisomérase (c’est-à-dire la topoisomérase II) forme une liaison covalente aux deux brins de l’hélice de l’ADN en même temps, provoquant une rupture transitoire du double brin dans l’hélice.

Réplicon:

Un réplicon est l'unité d'ADN dans laquelle se produisent des actes de réplication individuels, c'est-à-dire qu'il est capable de réplication de l'ADN indépendamment des autres segments de l'ADN. Par conséquent, chaque réplicon a une origine dans laquelle la réplication est lancée et peut avoir une extrémité à laquelle la réplication s’arrête.

Les chromosomes bactériens et viraux contiennent généralement un seul réplicon / chromosome. Bien que le phage T ait deux origines, une primaire et une secondaire, mais en présence d’une origine primaire, l’origine secondaire est, en règle générale, non fonctionnelle. Dans E. coli, le point d'origine est identifié comme étant l'oriC du locus génétique.

Une origine procaryote complète prend en charge les trois fonctions suivantes: (1) l'initiation de la réplication, (2) le contrôle de la fréquence des événements d'initiation et (3) la ségrégation des chromosomes répliqués dans les cellules filles.

Des origines ont été identifiées chez des bactéries, des levures, des chloroplastes et des mitochondries; Leur caractéristique générale est qu'ils sont riches en A: T, ce qui peut être important pour faciliter le déroulement lors de la réplication. L'origine bactérienne contient de nombreux sites courts différents (<10 pb) nécessaires à sa fonction; ces sites sont parfois séparés par des distances spécifiques mais pas par des séquences spécifiques. Ces sites spécifiquement localisés sont nécessaires pour la liaison de différentes protéines impliquées dans la réplication de l'ADN.

Plusieurs réplicons procaryotes ont des sites spécifiques, appelés terminus, qui arrêtent le mouvement de la fourche de réplication et terminent ainsi la réplication de l'ADN. Le chromosome E. coli a deux extrémités terminales, appelées T ₁ et T _2, situées à environ 100 Ko de part et d'autre du point de rencontre des fourches de réplication. Chaque terminus est spécifique pour un sens du mouvement de la fourche.

Les T ₁ et T ₂ sont disposés de telle sorte que chaque fourche doit passer l’autre pour atteindre le terminus qui lui est propre. La terminaison de la réplication nécessite le produit du gène tus, qui code probablement pour une protéine qui reconnaît T, et T ₂ .

Chez les eucaryotes, chaque chromosome a plusieurs réplicons (par exemple, levure, 500; Drosophila, 3 500; souris, 25 000; Viciafaba, 35 000). En tout point de la phase S, seuls certains de ces réplicons sont répliqués. chaque réplicon semble être activé à un moment donné dans une séquence spécifique. La longueur d'un réplicon eucaryote peut varier de 40 Kb chez la levure et de Drosophila à environ 300 Kb chez Vicia.

Le nombre de réplicons détectables semble varier avec le stade de développement et le type de cellule ou de tissu. Ceci est expliqué sur la base des origines spécifiques des tissus, de sorte que certaines origines sont actives dans certains tissus, tandis que d'autres sont actives dans d'autres tissus.

Drosophila en est un exemple: les cellules embryonnaires précoces ont 10 fois plus de réplicons que celles des cellules somatiques adultes. Les preuves disponibles suggèrent que les réplicons eucaryotes n’ont pas de terminaison.

Fidélité de réplication:

Le taux d'erreur de la réplication de l'ADN est nettement inférieur à celui de la transcription en raison de la nécessité de préserver la signification du message génétique d'une génération à l'autre. Par exemple, le taux de mutation spontanée dans E. coli est d'environ une erreur pour ¹⁰ bases incorporées lors de la réplication.

Cela est dû principalement à la présence de formes tautomères mineures des bases qui ont des propriétés d'appariement des bases altérées. Le taux d'erreur est minimisé par divers mécanismes. Les ADN polymérases incorporeront un nucléotide entrant uniquement s'il forme la paire de bases correcte avec le nucléotide matrice dans son site actif.

L'erreur occasionnelle est détectée par l'exonucléase de relecture 3 '-> 5' associée à la polymérase. Ceci élimine le nucléotide incorrect de l'extrémité 3 'avant toute autre incorporation, permettant à la polymérase d'insérer ensuite la base correcte. Pour que l'exonucléase de relecture fonctionne correctement, il doit être capable de distinguer une paire de base correcte d'une paire de base incorrecte.

La mobilité accrue des paires de bases «non ancrées» à l'extrémité 5 'des fragments d'ADN retardés nouvellement initiés signifie qu'elles ne peuvent jamais sembler correctes et ne peuvent donc pas être relues. Par conséquent, les premiers nucléotides sont des ribonucléotides (ARN), de sorte qu'ils peuvent ensuite être identifiés en tant que matériel de basse fidélité et remplacés par un ADN allongé (et relu) du fragment adjacent. Les erreurs qui échappent à la relecture sont corrigées par un mécanisme de réparation des mésappariements.

Mécanisme de réplication de l'ADN chez les procaryotes:

La réplication de l'ADN in vitro a été largement étudiée chez E. coli et dans les phages et les plasmides d'E. Coli. E. coli, le processus de réplication de l’ADN implique les trois étapes principales suivantes:

1. Initiation de la réplication de l'ADN:

Ce processus comprend trois étapes: (i) la reconnaissance de l'origine (O), (ii) l'ouverture d'un duplex d'ADN pour générer une région d'ADN simple brin, et (iii) la capture de la protéine Dna B (c'est-à-dire de l'hélicase 5 '3' agit également comme activateur de primase). Ainsi, le complexe ATP Dna-A (ou protéine initiatrice) se lie à des régions répétées inversées de 9 pb (R,, R,, R _v R ₄ ) de ori C de E. coli et favorise l’ouverture du duplex d’ADN dans une région de trois répétitions directes de la séquence de 13 pb (appelée 13-mères).

L'ouverture se fait à partir de la gauche 13-mères vers la droite et nécessite des protéines initiateur négativement super-enroulées et des initiateurs HU ou IHF. L'ADN B (-hélicase) est transféré à l'ADN simple brin exposé et provoque le déroulement de l'ADN en présence de A TP, de la protéine SSB et de l'ADN gyrase (une topoisomérase).

Cela aboutit au déroulement du duplex d'ADN et à la réplication à partir d'ori C dans les deux sens (bidirectionnel); La liaison SSB se produit sur des régions simple brin et deux complexes Dna B (= primosomes) sont chargés, un sur chaque brin.

2. Allongement de la chaîne d’ADN:

Cette étape nécessite la présence des enzymes et des facteurs suivants: 1. ADN B ou hélicase (également appelé promoteur mobile); 2. primase (ADN G); 3. holoenzyme ADN polymérase (ou ADN pol III HE); 4. protéine SSB; 5. ARNase H qui élimine les amorces d'ARN; 6. ADN polymérase I utilisée pour combler le vide créé par les amorces d'ARN et 7. ADN ligase (qui convertit les fragments d'okazaki sans apprêt en un brin continu). Au cours de l'initiation à la transition d'élongation, les événements suivants se produisent:

(i) Lorsque l'hélicase (ou l'ADN B) se déplace dans la direction 5 '-> 3', il génère une fourchette de réplication en ouvrant le duplex d'ADN.

(ii) Le brin d'ADN ayant l'hélicase devient le brin en retard. L'ADN primase s'associe à l'hélicase DnaB, formant le primosome qui synthétise de multiples amorces pour le brin en retard et une amorce à ARN simple pour le brin principal.

(iii) Pour la synthèse du brin en retard, l'ADN pol III HE doit travailler sur le même brin auquel l'ADN hélicase est lié, mais il se déplace dans le sens opposé.

(iii) L’hélicase DnaB, l’ADN gprimase et l’ADN pol III FIE travaillent ensemble pour l’élongation des brins. L’assemblage de l’hélicase et de l’ADN polymérase reste processif, c’est-à-dire qu’ils restent étroitement liés à la fourche et le restent tout au long de la réaction.

La synthèse (- l’allongement) des brins retardataires et principaux se fait par des méthodes quelque peu différentes; il est beaucoup plus complexe pour le brin en retard que pour le brin principal:

(A) Synthèse discontinue sur fil retardateur:

1. La primase est extraite de la solution et est activée par l'hélicase (DnaB) pour synthétiser un amorce ARNa (10 à 20 nt ou de longs nucléotides) sur le brin en retard.

2. Les amorces d'ARN sont reconnues par l'ADN pol III HE sur le brin en retard et sont utilisées pour la synthèse de fragments précurseurs ou okazaki. En fait, chaque nouvelle amorce d'ARN est reconnue par la sous-unité gamma (y) de l'ADN pol III HE et chargée avec la sous-unité p de la même polymérase. Cette sous-unité p préchargée peut alors capturer le noyau de l’ADN poly III HE lorsque celui-ci devient disponible après la fin de son travail de synthèse sur le fragment okazaki précédent.

3. Une fois les fragments d'okazaki terminés, les amorces d'ARN sont excisées par l'ADN polymérase 1, qui comble ensuite les lacunes résultantes avec de l'ADN.

4. Après que l'ADN polymérase I ait ajouté les désoxyribonucléotides finaux dans l'espace laissé par l'amorce excisée, l'enzyme ADN ligase forme la liaison phosphodiester qui relie l'extrémité 3 'libre du remplacement d'amorce à l'extrémité 5' du fragment okazaki.

(B) Synthèse continue sur le brin conducteur:

1. Dans la réplication d'ADN bidirectionnelle, le brin principal est amorcé une fois sur chacun des brins parentaux.

2. L'amorce d'ARN du brin principal est synthétisée par l'enzyme ARN polymérase.

3. L’ADN pol III HE provoque l’allongement du brin principal et enfin les enzymes ADN pol 1 et ligase donnent la touche finale au brin principal comme dans le cas du brin en retard.

Réplication de l'ADN chez les eucaryotes :

La réplication de l'ADN eucaryote nécessite deux enzymes ADN polymérase différentes, à savoir l'ADN polymérase a et l'ADN polymérase δ. L'ADN polymérase δ synthétise l'ADN sur le brin principal (synthèse continue de l'ADN), tandis que l'ADN polymérase a synthétise l'ADN sur le brin retardé (synthèse d'ADN discontinue). Outre ces deux enzymes, la réplication de l'ADN: (1) l'antigène T; (2) facteur de réplication A ou RF-A (également appelé RP-A ou SSB eucaryote); (3) la topoisomérase I; (4) la topoisomérase II; (5) antigène nucléaire en prolifération cellulaire (PCNA, également appelé cycline) et (6) facteur de réplication Cor RF-C.

Le processus de réplication de l'ADN eucaryote comprend les étapes suivantes:

1. Avant le début de la synthèse de l'ADN, il existe un stade présynthétique de 8 à 10 minutes pour la formation du complexe d'ADN déroulé. Cette étape ne nécessite que trois protéines purifiées, à savoir l'antigène T (T-ag ou antigène tumoral), le RF-A et les topiosomérases I et II.

2. L'antigène T, utilisant son domaine de liaison à l'ADN, forme un complexe multi-sous-unités avec les sites I et II en présence de A TP et provoque un déroulement local.

3. Un duplex plus important se déroule du fait de l'association de RF-A et d'une topoisomérase avec - l'aide du composant ADN hélicase de T-ago Les topoisomérases aident au déroulement de l'ADN en modifiant la topologie de l'ADN au niveau de la fourche de réplication.

4. Les protéines RF-A ou SSB se lient à l'ADN simple brin déroulé.

5. La synthèse de l'ARN d'amorce est réalisée par une primase qui est étroitement associée à l'ADN polymérase ex.

6. L'ADN polymérase a aide à la synthèse d'un fragment d'okazaki dans les sens 5 'à 3'.

7. Le facteur de réplication C (ou RF-C) et PCNA (cycline) aident à la commutation des ADN polymérases de sorte que pol a soit remplacé par pol 5 qui synthétise ensuite en continu l'ADN sur le brin principal.

8. Un autre fragment d'okazaki est ensuite synthétisé à partir de la fourche de réplication sur le brin en retard par le complexe pola-primase et cette étape est répétée encore et encore jusqu'à ce que toute la molécule d'ADN soit couverte.

9. Les amorces d'ARN sont éliminées et les lacunes sont comblées comme dans la réplication de l'ADN procaryote.

Récemment, le rôle de l'ADN polymérase e dans la réplication de l'ADN a été souligné, de sorte que trois ADN polymérases (a, δ et ε) sont maintenant connues pour être impliquées dans la réplication de l'ADN eucaryote. A. Sugino et ses collègues ont proposé que l'ADN polymérase a puisse fonctionner à la fois sur les brins supérieur et retardé (car la polymérase a a une activité α primase), alors que la polymérase e et la polymérase 5 sont impliquées dans l'élongation des brins principal et retardé, respectivement.

Mécanisme de réparation et de détérioration de l'ADN

Types de dommages à l'ADN:

1. lésions de l'ADN:

Une altération de la structure chimique ou physique normale de l'ADN s'appelle aussi lésion que celle de l'ADN. De nombreux agents exogènes, tels que les produits chimiques et les radiations, peuvent modifier les positions des atomes d'azote et de carbone dans les systèmes cycliques hétérocycliques des bases et de certains des groupes fonctionnels exocycliques (c'est-à-dire les groupes céto et amino des bases).

Cela peut entraîner une perte d'appariement des bases ou une modification de l'appariement des bases (par exemple, un A modifié peut associer une base à C au lieu de T). Si une telle lésion reste dans l'ADN, une mutation peut se fixer dans l'ADN par mutagenèse directe ou indirecte.

En variante, le changement chimique peut produire une distorsion physique dans l'ADN qui bloque la réplication et / ou la transcription, entraînant la mort cellulaire. Ainsi, les lésions de l'ADN peuvent être mutagènes et / ou mortelles. Certaines lésions sont spontanées et sont dues à la réactivité chimique intrinsèque de l'ADN et à la présence d'espèces chimiques réactives normales dans la cellule.

Par exemple, la cytosine de base subit une désamination hydrolytique spontanée pour donner de l'uracile. S'il n'est pas réparé, l'uracile résultant formera une paire de bases avec de l'adénine lors de la réplication ultérieure, donnant lieu à une mutation ponctuelle. La dépurination est une autre réaction hydrolytique spontanée qui implique le clivage de la liaison N-glycosylique entre N-9 des bases de purine A et G et C-l du sucre de désoxyribose et donc la perte de bases de purine de l'ADN. Le squelette sucre-phosphate de l'ADN reste intact. Le site apurinique résultant est une lésion non codante, car les informations codées dans les bases de la purine sont perdues.

2. Dommage oxydatif:

Cela se produit dans des conditions normales en raison de la présence d'espèces réactives de l'oxygène (ROS) dans toutes les cellules aérobies, par exemple le superoxyde, le peroxyde d'hydrogène et, plus important encore, le radical hydroxyle (OH). Ce radical peut attaquer l’ADN, I à un certain nombre de points, produisant une gamme de produits d’oxydation ayant des propriétés II modifiées, par exemple la 8-oxoguanine, la 2-oxoadénine et le 5-formyluracile. Les niveaux de ceux-ci peuvent être augmentés par les radicaux hydroxyles provenant de la radiolyse de l'eau provoquée par un rayonnement ionisant.

3. Alkylation:

Les agents alkylants sont des produits chimiques électrophiles qui ajoutent facilement des groupes alkyle (par exemple, méthyle) à diverses positions sur des acides nucléiques distincts de ceux méthylés par des enzymes de méthylation normales. Des exemples courants sont le méthylméthane sulfonate (MMS) et l’éthylnitrosourée (ENU).

Des exemples typiques de bases méthylées sont la 7-méthylguanine, la 3-méthyladénine, la 3-méthylguanine et la 0 ^6- méthylguanine. Certaines de ces lésions sont potentiellement mortelles car elles peuvent interférer avec le déroulement de l'ADN lors de la réplication et de la transcription. La plupart sont également mutagènes indirectement; cependant, la 0-méthylguanine est une lésion directement mutagène, car elle peut s'apparier à la thymine pendant la réplication.

4. Produits d'addition volumineux:

Les dimères de cyclobutane pyrimidine sont formés par la lumière ultraviolette de pyrimidines adjacentes sur un brin par cyclisation des atomes de carbone à double liaison C5 et C6 de chaque base pour donner un cycle cyclobutane. La perte d’appariement des bases avec le brin opposé qui en résulte provoque une dénaturation localisée de l’ADN, ce qui produit une lésion volumineuse qui perturberait la réplication et la transcription. Un autre type de dimère pyrimidine, le photoproduit 6, 4, résulte de la formation d'une liaison entre C6 d'une base de pyrimidine et C4 de la base adjacente.

Lorsque le benzo [a] pyrène, un cancérigène des goudrons de houille, est métabolisé par le cytochrome P-450 dans le foie, l'un de ses métabolites (un époxyde de diol) peut se fixer de manière covalente au groupe 2-amino des résidus de guanine. De nombreux autres agents d'arylation aromatiques forment des adduits covalents avec l'ADN. L'aflatoxine B, carcinogène du foie, se lie également de manière covalente à l'ADN.

Réparation de l'ADN:

Les systèmes de réparation reconnaissent une variété de changements dans l'ADN pour déclencher une action. Une cellule peut avoir plusieurs systèmes pour traiter les dommages de l'ADN. Ces systèmes comprennent les éléments suivants: (1) réparation directe, (2) réparation par excision, (3) réparation par inadaptation, (4) systèmes tolérants et (5) systèmes de récupération.

1. Réparation directe:

L’inversion ou la simple élimination des dommages de l’ADN est appelée réparation directe, c’est-à-dire l’élimination des liaisons covalentes entre les deux atomes de carbone 4 et deux des atomes de carbone 5 des deux résidus thymine participant à la formation de dimères de thymine.

Les dimères de thymine sont généralement formés par irradiation UV et interfèrent avec la réplication et la transcription. Kelner (1949) a observé qu'un grand nombre de bactéries pourraient survivre à de fortes doses de rayons UV; s'ils étaient exposés à une source intense de lumière visible.

Ce phénomène s'appelle la photoréactivation. Il a été démontré par la suite que lors d'une irradiation UV, une enzyme particulière est liée sélectivement à l'ADN bactérien. Au cours du processus de photoréactivation, l'enzyme est activée par la lumière visible. Il coupe les dimères de thymine, leur permettant ainsi de retrouver leur forme d'origine. Ce processus de réparation dépend des enzymes et de la lumière.

2. Réparation de l'excision:

Dans ce mécanisme de réparation, le segment endommagé ou altéré du brin d'ADN est excisé et un nouveau patch d'ADN est synthétisé à sa place. Bien que la spécificité des systèmes de réparation par excision varie, la voie principale comporte les trois étapes suivantes:

(i) Reconnaissance et incision:

La section endommagée / altérée d'un brin d'ADN est reconnue par une endonucléase; cette enzyme coupe ensuite le brin affecté des deux côtés de la lésion.

ii) excision:

Une exonucléase 5 '-> 3' (ADN polymérase I) digère la section endommagée / altérée; cela génère une région simple brin dans la double hélice de l'ADN.

(iii) synthèse:

Dans cette étape, la région simple brin produite par excision sert de matrice pour une ADN polymérase qui synthétise le remplacement du segment excisé. L'ADN ligase scelle ensuite le pseudo qui reste après la synthèse du remplacement de la section excisée.

Dans E. coli, l'excision est probablement due à l'activité exonucléase 3 '-> 5' de l'ADN polymérase I, tandis que la synthèse est réalisée par l'activité polymérase 5 '-> 3' du même enzyme. Les systèmes de réparation de l'excision sont assez courants chez les procaryotes et les eucaryotes. Certains de ces systèmes reconnaissent les dommages généraux causés à l'ADN, tandis que d'autres sont très spécifiques, par exemple, les endonucléases AP éliminent les résidus de ribose des sites de dépurination. La réparation par excision implique différentes longueurs d’ADN et est regroupée dans les trois classes suivantes:

(a) Réparation de très courts correctifs (VSP):

Ce système traite de la réparation des mésappariements entre des bases spécifiques.

b) Réparation rapide des correctifs:

Dans ce système, un brin d'ADN long d'environ 20 bases est excisé, et les dommages sont réparés par le biais de gènes uvr (uvr, A, B, C, E. coli), codant pour les composants d'une endonucléase de réparation. Une autre enzyme, l'Uvr D, est également nécessaire pour l'activité de l'hélicase.

(c) Réparation des patchs longs:

Ce système implique l'excision d'environ 1500 segments longs, mais parfois, le segment excisé peut être> 9000 bases. Il est beaucoup moins courant et doit être provoqué par des dommages qui bloquent la réplication. Dans E. coli, ce système implique également les gènes uvr et l’ADN polymérase I.

3. Réparations incompatibles:

Cela implique la correction de mésappariements ou d'appariement entre des bases qui ne sont pas complémentaires. Des mésappariements peuvent survenir soit (a) lors de la réplication, soit (b) en raison de modifications des bases (par exemple, la désamination de la cytosine en uracile) et entraînent des distorsions structurelles de la double hélice de l'ADN. Ces alternances sont gérées dans E. coli par le système de réparation par excision à patch très court décrit ci-dessous.

Système de réparation des mésappariements dans E. coli:

Quand il y a une discordance dans une paire de bases comme dans GC -> GT, alors théoriquement, elle peut réparer pour donner lieu à un type sauvage (GC) ou à un type mutant (AT). Par conséquent, le système de réparation doit faire la distinction entre les brins anciens et nouveaux et ne réparer que le nouveau brin pour restaurer le type sauvage.

Ceci est effectué par un système de réparation par excision très courte et nécessite quatre protéines, à savoir Mut L, Mut S, Mut U et Mut H, codées dans E. coli respectivement par les gènes mut L, Mut S, Mut U et Mut H. produits lors de la réplication sont corrigés par le système de réparation de barrage.

Le gène mère de E. coli produit une méthylase qui méthyle l'adénine de séquence GATC sur les deux brins d'ADN. La réplication d'une séquence GATC complètement méthylée donne une séquence hémiméthylée dans laquelle les résidus A dans les brins nouvellement synthétisés ne sont pas méthylés.

L'état non méthylé de cette séquence cible est utilisé pour identifier le nouveau brin; les bases autour du site de discordance dans le nouveau brin sont excisées et un remplacement est synthétisé. Le système implique les produits des gènes mut L, mut S, mut H et uvr D.

Réparation des systèmes de récupération:

Ces systèmes sont également appelés «réparation après réplication» ou «réparation par recombinaison». Dans E. coli, ce système de réparation est basé sur le gène rec A qui produit la protéine Rec A. La protéine Rec A intervient dans l'échange de brins entre les molécules d'ADN lors de la recombinaison génétique et intervient également dans l'échange à un seul brin lors de la réparation par recombinaison. Il semble y avoir deux voies de rec A, une impliquant les gènes rec B, C et l’autre impliquant la rec F.

Ce système de réparation fonctionne lorsqu'une distorsion structurelle bloque la réplication sur le site endommagé. Par exemple, les mutants d'E. Coli déficients en réparation par excision ne seront pas en mesure d'éliminer les dimères de thymine. Dans une telle situation, la réplication se déroule normalement jusqu'aux sites endommagés; l'ADN polymérase arrête la réplication du brin affecté et relance la réplication en sautant au-delà du site endommagé.

Le brin complémentaire est répliqué normalement sur le site endommagé de l'autre brin. Par conséquent, la réplication donne une descendance normale de molécule d'ADN et une molécule ayant le dimère de thymine dans un brin et un long intervalle dans son brin complémentaire. La molécule d'ADN de progéniture contenant un dimère de thymine serait perdue à moins d'être réparée en comblant le vide dans l'un de ses brins.

Ceci est réalisé au moyen d'un échange simple brin entre les deux molécules d'ADN de progéniture; la région d'échange comble le vide et est induite par la protéine RecA. À la suite de cet échange, la molécule de progéniture normale a une région simple brin qui a un intervalle. Cette lacune est réparée par la synthèse de l'ADN.

Système de tolérance:

Ces systèmes traitent les dommages qui bloquent la réplication normale sur le site endommagé, éventuellement en permettant la réplication des sites endommagés avec une fréquence élevée d’erreurs. Ces systèmes peuvent être particulièrement importants chez les eucaryotes où la taille du génome est très grande et une réparation complète des dommages est donc plutôt improbable.